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Kurs: Biology library > Lerneinheit 7
Lektion 6: EnzymregulationGrundlagen der Enzymkinetik-Diagrammen
Wie Enzymkinetik-Diagramme gelesen werden (und wie sie erstellt werden). Km und Vmax. Kompetitive und nicht-kompetitive Inhibitoren.
Einführung
Stell dir vor, du möchtest dir einen Sportwagen kaufen. Was musst du über die verschiedenen Alternativen (Ferrari, Porsche, Jaguar usw.) wissen, um dich für den besten zu entscheiden? Ein offensichtlicher Faktor wäre, wie schnell das Auto ist, wenn du das Gaspedal ganz durchtrittst. Aber vielleicht möchtest du auch etwas genauere Informationen über die Leistung des Autos wissen, zum Beispiel wie schnell es von 0 auf 100 km/h beschleunigen kann. Anders gesagt möchtest du, anstatt nur die Höchstgeschwindigkeit zu erfahren, auch etwas über die Kinetik, mit der das Auto diese Geschwindigkeit erreicht, wissen.
Biochemikern geht es ähnlich bei den Enzymen, die sie untersuchen. Sie wollen so viel wie möglich über den Einfluss des Enzyms auf die Reaktionsrate wissen und nicht nur, wie schnell das Enzym unter Volldampf arbeitet.
Tatsächlich kannst du eine bemerkenswerte Menge über die Art, wie ein Enzym arbeitet und wie es mit anderen Molekülen wie zum Beispiel Inhibitoren interagiert sagen, indem du einfach nur misst, wie schnell es eine Reaktion unter einer Reihe von verschiedenen Bedingungen katalysiert. Die Informationen aus diesen Versuchen werden häufig in Form von Graphen präsentiert. Daher werden wir ein bisschen Zeit darauf verwenden, wie diese Graphen erstellt werden (und wie man sie liest, um möglichst viele Informationen aus ihnen zu lesen).
Grundlagen der Enzymkinetik-Diagramme
Graphen wie der unten dargestellte (der die Reaktionsrate in Abhängigkeit der Substratkonzentration zeigt) werden häufig verwendet, um Informationen über die Enzymkinetik darzustellen. Sie bieten eine Menge nützliche Informationen, aber sie können auch ziemlich verwirrend sein, wenn man sie zum ersten Mal sieht. Daher werden wir uns Schritt für Schritt anschauen, wie solch ein Graph erstellt und interpretiert wird.
Stell dir vor, du hast dein Lieblingsenzym in einem Reagenzglas und du möchtest mehr darüber wissen, wie es sich unter verschiedenen Bedingungen verhält. Deshalb führst du eine Reihe von Versuchen durch, bei denen du unterschiedliche Substratkonzentrationen verwendest - sagen wir 0 mol/l, 0,2 mol/l, 0,4 mol/l, 0,6 mol/l, 0,8 mol/l und 1,0 mol/l. Indem du jeweils das Enzym hinzufügst, willst du die Reaktionsrate (das heißt die Geschwindigkeit, in der sein Substrat in das Produkt umgewandelt wird) herausfinden. Natürlich musst du sorgfältig darauf achten, in alle Reagenzgläser die gleiche Menge Enzym zu geben, damit du Äpfel mit Äpfeln vergleichen kannst.
Wie bestimmst du die Reaktionsrate? Was du eigentlich herausfinden willst, ist die Reaktionsrate zu Beginn, wenn du gerade das Enzym zum Substrat hinzugefügt hast und das Enzym die Reaktion bei dieser bestimmten Substratkonzentration so schnell wie möglich katalysiert (denn die Reaktionsrate wird sich schließlich bis auf Null verlangsamen, wenn das Substrat aufgebraucht ist). Deshalb wirst du du Menge an Produkt messen, die pro Zeiteinheit direkt zu Beginn der Reaktion gebildet wird, wenn die Produktkonzentration linear zunimmt. Dieser Wert wird Anfangsgeschwindigkeit oder V, start subscript, 0, end subscript bei dieser Konzentration genannt.
Gehen wir davon aus, dass du alle V, start subscript, 0, end subscript-Werte für die Konzentrationen, die für dich von Interesse sind, gefunden hast. Dann kannst du jede Substratkonzentration und ihre V, start subscript, 0, end subscript als ein (x|y)-Paar graphisch darstellen. Wenn du alle deine (x|y)-Paare für verschiedene Konzentration eingezeichnet hast, kannst du die Punkte mit einer Ausgleichskurve verbinden, um einen Graphen zu erhalten. Bei vielen Arten von Enzymen wird der Graph, den du erhälst, der hier dargestellten violetten Linie ähneln: Die V, start subscript, 0, end subscript-Werte werden bei niedrigen Substratkonzentrationen schnell ansteigen und sich dann bei hohen Substratkonzentrationen immer weiter abflachen.
Diese Abflachung tritt ein, weil das Enzym gesättigt ist, das heißt, dass alle verfügbaren Enzymmoleküle bereits damit beschäftigt sind, Substrate zu verarbeiten. Jedes zusätzliche Substratmolekül muss dann darauf warten, dass ein Enzym wieder verfügbar ist. Das bedeutet, dass die Reaktionsrate (Menge an hergestelltem Produkt pro Zeiteinheit) durch die Enzymkonzentration limitiert ist. Die maximale Reaktionsrate ist charakteristisch für ein bestimmtes Enzym bei einer bestimmten Konzentration und wird Maximalgeschwindigkeit oder V, start subscript, m, a, x, end subscript genannt. V, start subscript, m, a, x, end subscript ist der y-Wert (initialer Wert der Reaktionsrate) der waagerechten Asymptote am Graphen.
Die Substratkonzentration, bei der die Reaktionsrate der Hälfte von V, start subscript, m, a, x, end subscript entspricht, wird als K, start subscript, m, end subscript bezeichnet und ist ein nützliches Maß dafür, wie schnell die Reaktionsrate mit zunehmender Substratkonzentration ansteigt. K, start subscript, m, end subscript ist auch ein Maß für die Affinität eines Enzyms (die Neigung zu binden) für sein Substrat. Eine niedrige K, start subscript, m, end subscript entspricht einer höheren Affinität für das Substrat, während eine höhere K, start subscript, m, end subscript einer geringeren Affinität für das Substrat entspricht. Anders als V, start subscript, m, a, x, end subscript, die von der Enzymkonzentration abhängig ist, ist K, start subscript, m, end subscript immer gleich für ein bestimmtes Enzym und charakteristisch für eine gegebene Reaktion (obwohl die "scheinbare" oder experimentell gemessene K, start subscript, m, end subscript durch Inhibitoren verändert werden kann, wie wir gleich sehen werden).
Enzymkinetik-Diagramme und Inhibitoren
Was ist nun mit Inhibitoren? Wir haben zwei Arten von Inhibitoren, kompetitive und nicht-kompetitive, im Artikel zur Enzymregulation kennengelernt.
- Kompetitive Inhibitoren beeinträchtigen den Reaktionsverlauf, indem sie an ein Enzym binden, meist am aktiven Zentrum, und verhindern, dass das richtige Substrat binden kann. Zu einem Zeitpunkt kann nur der kompetitive Inhibitor oder das Substrat gebunden sein (nicht beide). Das heißt, dass Inhibitor und Substrat um das Enzym konkurrieren. Die kompetitive Hemmung wirkt durch Verringerung der Anzahl an Enzymen, die für die Bindung von Substrat zur Verfügung stehen.
- Nicht-kompetitive Inhibitoren verhindern nicht, dass das Substrat an das Enzym bindet. Tatsächlich beeinflussen Inhibitor und Substrat die Bindung des jeweils anderen an das Enzym überhaupt nicht. Wenn der Inhibitor jedoch gebunden ist, kann das Enzym nicht die Herstellungsreaktion für sein Produkt katalysieren. Daher wirkt die nicht-kompetitive Hemmung durch Verringerung der funktionellen Enzyme, welche die Reaktion durchführen können.
Wenn wir die Auswirkungen dieser Inhibitoren auf einem Graphen wie dem oben zeigen wollen, können wir unser ganzes Experiment zweimal wiederholen: Einmal fügen wir jedem Reagenzglas eine bestimmte Menge des kompetitiven Inhibitors hinzu und einmal eine bestimmte Menge des nicht-kompetitiven Inhibitors. Wir würden folgende Ergebnisse erhalten:
- Mit einem kompetitiven Inhibitor kann die Reaktion schlussendlich seine normale V, start subscript, m, a, x, end subscript erreichen, aber es werden dafür höhere Substratkonzentrationen benötigt. Mit anderen Worten, V, start subscript, m, a, x, end subscript bleibt unverändert, aber die scheinbare K, start subscript, m, end subscript ist höher. Warum muss mehr Substrat hinzugefügt werden, um V, start subscript, m, a, x, end subscript zu erreichen? Das zusätzliche Substrat sorgt dafür, dass die Substratmoleküle so reichlich vorhanden sind, dass sie durchgängig die Inhibitormoleküle im Kampf um das Enzym "schlagen" können.
- Mit einem nicht-kompetitiven Inhibitor kann die Reaktion niemals ihre normale V, start subscript, m, a, x, end subscript erreichen, unabhängig davon, wieviel Substrat wir hinzufügen. Ein Teil der Enzymmoleküle wird immer durch den Inhibitor "vergiftet" sein, sodass die effektive Konzentration der Enzyme (welche V, start subscript, m, a, x, end subscript bestimmt) verringert ist. Die Reaktion erreicht jedoch die Hälfte ihrer neuen V, start subscript, m, a, x, end subscript bei der gleichen Substratkonzentration, sodass K, start subscript, m, end subscript unverändert bleibt. Die unveränderte K, start subscript, m, end subscript spiegelt wider, dass der Inhibitor nicht die Bindung zwischen Enzym und Substrat beeinflusst, sondern nur die Konzentration der verwendbaren Enzyme verringert.
Michaelis-Menten-Kinetik und allosterische Enzyme
Viele Enzyme verhalten sich ähnlich wie das hypothetische Enzyme in dem obigen Beispiel und ergeben eine hyperbelförmige Kurve, wenn ihre Reaktionsrate graphisch als Funktion der Substratkonzentration dargestellt wird. Enzyme, die dieses Verhalten zeigen, können häufig durch eine Gleichung aus Substratkonzentration, Anfangsgeschwindigkeit, K, start subscript, m, end subscript und V, start subscript, m, a, x, end subscript, bekannt als Michaelis-Menten-Gleichung, beschrieben werden. Enzyme, die dieser Gleichung gehorchen, werden Michaelis-Menten-Enzyme genannt. Wenn du mehr über die Michaelis-Menten-Gleichung und das Modell, das ihr unterliegt, erfahren möchtest, dann schau dir die Michaelis-Menten-Videos im MCAT-Bereich an.
Michaelis-Menten-Enzyme unterscheiden sich von allosterischen Enzymen (besprochen im Hauptartikel zur Enzymregulation). Allosterische Enzyme haben in der Regel mehrere aktive Zentren und zeigen oft eine Kooperativität, das heißt, dass die Bindung eines Substrats an einem aktiven Zentrum die Fähigkeit der anderen aktiven Zentren, ein Substrat zu binden und zu verarbeiten, erhöht.
Kooperativ bindende Enzyme reagieren empfindlicher auf Veränderungen der Substratkonzentration als andere Enzyme und zeigen einen "sprunghaften" Übergang von einer geringen zu einer hohen Reaktionsrate, wenn die Substratkonzentration ansteigt. Dies entspricht einer Geschwindigkeit-Substrat-Kurve, die, wie oben gezeigt, S-förmig ist.
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